例如：
netstat -a | grep "probe"
上面的命令将会显示出所有关于探针的信息。
（转载，仅供参考）a) 针对双标记探针的引物和探针设计的规则
所选序列应该高度特异。应该选择具有最小二级结构的扩增子。这是很重要的，因为二级结构会影响反应效率。在任何实时应用中期望获得100%的扩增反应效率，这意味着每次循环中，体系内的扩增子都有两倍的增加。如果二级结构在热力学上比寡聚目的基因更稳定，那目的基因的杂交将会失败。二级结构还会阻碍酶的扩增。如果扩增子的二级结构不能避免，则引物的退火温度要相应提高。在整个过程中，我们要进行BLAST和类似的分析，以确保特异性。
通用原则
1， 先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近于探针。
2， 扩增子的长度应不超过400bp，理想的最好能在100－150bp内，扩增片断约短，有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片断也容易保证分析的一致性
3， 保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，及在SG分析中非特异信号。
4， 为了保证效率和重复性，应避免重复的核苷酸序列，尤其是G（不能有4个连续的G）
5， 将引物和探针互相进行配对检测，以避免二聚体和发卡结构的形成。
b），探针设计指导
1，在设计引物之前设计探针
2，探针的Tm值应在68－70℃之间，如果是目测探针，则要仔细审查GC富含区。
3，探针的5’端要避免有鸟氨酸，5’G会有淬灭作用，即使被切割下来这种淬灭作用也还会存在
4，选择C多于G的链作探针，G的含量多于C会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。
6， 探针应尽可能的短，不要超过30个bp。
7， 检测探针的DNA折叠和二级结构。
c), 引物设计指导
1，引物的Tm值应在58－60℃之间，这非常重要，因为我们的试验一般都使用退火温度为60℃，在这个温度下，5’核酸外切酶的活性最高。
2，引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。
3，将引物尽量接近于探针
d循环参数
当引物和探针按照上述原则设计好后，循环的参数也就确定了，当经过起始的变性温度后(根据Tag酶要求设定)，反应要经过95℃，15－20秒，60℃60秒，对于一些模板，45秒也足够了。数据在退火时检测。
e)怎么优化探针和引物的浓度
对于双探针反应，通过选择探针和引物的浓度来优化反应结果，，能获得最低的CT值，以及相对于背景来说荧光值有最高的增长。
引物浓度应该在50nM -900nM 范围内进行优化，下面的表格显示了前后引物9种可能浓度组合的结果
探针浓度应该在50－250nM范围内优化
前引物
后引物 50 300 900
50 50/50 300/50 900/50
300 50/300 300/300 900/300
900 50/900 300/900 900/900
探针的浓度应该从（50，100，250nM）与9种引物浓度相组合，也既是27种可能根据前面所述的循环参数，在Rotor-Gene上进行试验，
选择最小CT值和最高反应扩增的曲线做后续试验。
g) 进一步的提示
通常所用的探针和引物浓度分别为250nM 和900nM，绝大多数反应都可以在这个浓度下进行，但为了寻找最佳的浓度，还是应该依照上述的步骤。
由于引物溶解温度预测的差异和多种探针设计程序，因此使用三种退火温度（58，60，62℃）对优化是很有用的。
引物的浓度也会影响溶解温度，高的引物浓度会让溶解温度提高2度左右。
Primer3是个非常有用的软件，但他不能避免3‘端的G，所以我们将3’端的G去除，并观察探针的退火温度是否比引物高8－10度。
f)定量数据的分析
分析定量数据主要有两种基本的方法
i)绝对定量
ii)相对定量
研究人员应该根据扩增子和试验目的来决定如何分析定量数据
h) 绝对定量
绝对定量是将未知样品与标准曲线相比较进行分析，一般标准品就是一个已知绝对浓度的DNA样品，关于何种标准品用于标准曲线一直有很多讨论，理想的标准品其扩增方式应该是与待测样品一致得，然而这往往是不可能的。一些人会克隆他们得目的基因，并与未知样品比较。要注意得是，绝对定量分析的准确性是依靠标准品的准确性得。
在Rotro-Gene 上可以用几种方法来分析绝对定量数据。包括标准曲线在内的，R值，反应效率都会被呈现出来。也可以从以外的分析中调用标准曲线并让它与一个标准品相调整，（或重复相同的标准品），这个功能在确定斜率的重复性好与Y截距的基础上完成。对一个标准曲线来说，一个单独的标准品就已经足够了。我们也可以在不同的通道甚至一个通道内绘制多条标准曲线。最后提到的功能主要是为了那些想用SYBR-Green分析两个基因的使用者。
ii)相对定量
相对定量是指两个或更多的基因互相进行比较，其结果是一个比率。没有确切的数字被检测道。一种检测基因表达相对定量的方法叫“比较CT值法（⊿⊿Ct）
这种方法可以彻底不需要标准曲线，通过观察与一个动态相关对照比较的表达水平（normalizer），从而可以将模板与增加的样品间进行相对定量。要使这种方法成功，目的及参照的动态范围应该相类似。相对的一个敏感的方法就是看⊿Ct（相同的起始模板浓度，两个扩增子的两个CT值的差异）随着不同稀释度的模板有什么变化。如果两个扩增子的反应效率大致相同，则the plot of log input amount versus ⊿Ct 将是一条水平线（斜率<0.01）。这以为着在初始模板浓度范围内，两个扩增子有相同的反应效率。如果检测发现效率不一致，则应该用标准曲线来对基因表达进行定量，或优化反应使得获得一个类似的效率。动态范围应该有下面两点决定（1）目的基因使用最小和最大的浓度其结果都是准确的（2）两个基因的最小和最大的定量比值都是准确的）
引物设计和探针设计（即荧光探针）有3点不同，相关介绍具体如下：
一、两者的用途不同：
1、引物设计的用途：用于PCR扩增技术。
2、探针设计的用途：用于标记待定的核苷酸片断，用与特异性地、定量地检测核酸的量。
二、两者的实质不同：
1、引物设计的实质：一小段单链DNA或RNA，在核酸合成反应时，作为每个多核苷酸链进行延伸的出发点而起作用的多核苷酸链。
2、探针设计的实质：在紫外-可见-近红外区有特征荧光，并且其 荧光性质（激发和发射波长、 强度、寿命、 偏振等）可随所处环境的性质，如极性、折射率、粘度等改变而灵敏地改变的一类荧光性分子。
三、两者的原则不同：
1、引物设计的原则：
（1）长度：15—30bp，其有效长度[Ln=2(G十C)十(A十T)]一般不大于38，否则PCR的最适延伸温度会超过Taq酶的最佳作用温度(74度)，从而降低产物的特异性。
（2）G十C含量：应在40%一60%之间，PCR扩增中的复性温度一般较Tm值低等于引物的Tm值减去5—10度。引物长度小于20时，其Tm恒等于4×(G十C)十2×(A十T)。
（3）碱基分布的随机性：应避免连续出现4个以上的单一碱基。尤其是不应在其3’端出现超过3个的连续G或C，否则会使引物在G十C富集序列区错误引发。
（4）引物自身：不能含有自身互补序列，否则会形成发夹样二级结构。
（5）引物之间：两个引物之间不应有多于4个的互补或同源碱基，不然会形成引物二聚体，尤应避免3’端的互补重叠。
（6）上下游引物的互补性：一个引物的3‘末端序列不允许结合到另一个引物的任何位点上。
（7）3’末端：如果可能的话，每个引物的3‘末端碱基应为G或C。
（8）引物应当超出限制性内切酶识别位点至少3个核苷酸。
2、探针设计原则：
（1）靶基因的确定：选择检测组共有的基因以避免检测的假阴性（漏检）。
（2）检测片段的确定：选择检测组内的保守（突变少）（避免假阴性）、组间特异的序列（突变多）（避免假阳性）作为引物探针的设计位置。片段长度70-150bp。
（3）引物：长度17-25bpGC含量30-80%；退火温度（Tm值）58-60℃；避免稳定的引物二聚体（特别是多联检测）及发夹结构（自由能大于-3.5kc/m）；序列不能出现连续的G，3’端避免G或C，最后5个碱基内避免两个以上的G或C。
（4）探针：长度20-30bp（Taqman）或16-25bp（MGB）；GC含量30-80%；Tm值为68-70℃；避免稳定的二聚体及发夹结构（自由能大于-3.5kc/m）；5’端不能是G；位置尽量靠近上游引物；选择波长差异较大（多联检测）或Fam（单联检测）的荧光标记。
参考资料来源：百度百科-引物设计
参考资料来源：百度百科-引物设计原理
参考资料来源：百度百科-荧光探针
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